Transferts Ioniques et Rythmicité Cardiaque (TIRC)

Thématique:    Canaux Ioniques et Signalisation Calciquelogo TIRC

Responsable: Pr Patrick BOIS

Les Membres : Ian Findlay (DR CNRS), Claire Malécot (DR CNRS), Christian Cognard (DR CNRS), Véronique Maupoil (Pr), Jean-Francois Faivre (Pr), Jocelyn Bescond (MCU), Aurélien Chatelier (MCU), Stéphane Sebille (MCU), Christophe Magaud (TRF), Claudine Combes (T), Angèle Yu (Assitant-ingénieur).
Les Doctorants et post-doctorants : Oualid AYAD (Doc), Elizabeth Aguettaz (Doc), Amandine Krzesiak (Doc), Grégoire Carré (50 %) (Doc), Côme Pasqualin (Doc). Stagiaire Post-doc (50 %) avec équipe 2

L’objectif majeur de notre thématique de recherche porte sur l’étude des mécanismes moléculaires qui génèrent et contrôlent l’activité des cellules électriquement excitables, et concerne plus particulièrement la relation étroite entre les processus de transferts ioniques via des protéines canal et l’activité rythmique contractile des cellules musculaires. Cette étude repose sur deux processus physiologiques interdépendants qui sont :

  •  d’une part l’activité des vecteurs ioniques sarcolemmiens
  •  et d’autre part les oscillations du calcium libre cytosolique.

Les modélisations actuelles (voir figure 1) font état d’une interrelation fonctionnelle entre ces deux processus dynamiques qui varient en fonction de la nature cellulaire et des conditions physiologiques et physiopathologiques.

Dans les cellules musculaires cardiaques, les fluctuations du calcium intracellulaire conditionnées par le potentiel transmembranaire peuvent moduler ce dernier en régulant les conductances membranaires elles mêmes contrôlées par ce potentiel. Ce cycle calcique ou « horloge calcique », qui intègre une multitude de mécanismes ioniques membranaires (ICaL,T, TRP, INa, INCX, IK, If..) ou réticulaires (RyR, IP3R, SERCA …) sera dans un premier temps caractérisé et dans un deuxième temps modulé ou optimisé en fonction du modèle cellulaire choisi. Un dérèglement de cette horloge calcique (couplage excitation-libération calcique ou libération calcique spontanée) conduit inévitablement à une dysfonction de la contraction (couplage excitation-contraction) mais aussi à une modification de la régulation génique (couplage excitation-transcription).

TIRC themathique

Victor A. Maltsev and Edward G. Lakatta (2009)

Dans ce cadre deux modèles biologiques sont proposés :

  • Les cardiomyocytes localisés dans les veines pulmonaires et reconnus comme source de battements ectopiques pouvant déclencher une fibrillation auriculaire paroxystique.

Objectif : Explorer le rôle des transferts ioniques, en particulier le cycle du calcium, dans l’arythmogénicité des cardiomyocytes de veines pulmonaires (mécanismes et cibles à l’origine des activités électriques ectopiques).

  • Les cellules souches cardiaques autologues pluripotentes d’origine auriculaire utilisées pour le traitement, expérimental pour le moment (phase 1), de l’insuffisance cardiaque ischémique.

Objectif : Caractériser la ou les signatures électrophysiologiques (courants ioniques, transferts de calcium), pendant la différenciation et tenter de rétablir et/ou d’améliorer la performance contractile en sur-exprimant des cibles impliquées dans le couplage excitation-libération calcique, excitation-contraction ou excitation-transcription comme la SERCA et l’Échangeur Na/Ca (NCX).

Partenariats:
Internationales : Canada (Quebec) : Pr. Mohamed Chahine, Institut de recherche en santé mentale de Québec, Faculté de médecine de l’Université Laval et Pr. Julie Lavoie, Université de Montréal. Belgique (Louvain) : Pr. Philippe Gailly, Institute of Neuroscience, School of Medicine, Université de Louvain. Italie (Milan) : Pr. Dario DiFrancesco, Laboratoire de Physiologie de l’Université de Milan. Liban (Beyrouth) : Pr Nassim Fares, Laboratoire de Recherche en Physiologie et Physiopathologie – Faculté de Médecine; Université Saint Joseph.
Nationales : M. Haissaguerre et Mélèze Hocini. Hôpital Cardiologique du Haut Lévèque et IHU LYRIC, Pessac. P. Corbi,  Service de chirurgie cardiaque du CHU de Poitiers. I. Richard, Généthon, Ivry. L. Bosquet, Laboratoire Mobilité, Vieillissement, Exercice. Université de Poitiers. P.Charnet,  Laboratoire Neurobiologie Moléculaire, CRBM UMR5237. Université de Montpellier. Dr. Henon, Startup CellProthera, Mulhouse

Dernières publications:

  • CHATELIER A, MERCIER A, TREMBLIER B, THÉRIAULT O, MOUBARAK M, BENAMER N, CORBI P, BOIS P, CHAHINE M, FAIVRE J.F. (2012) A distinct de-novo expression of Nav1.5 sodium channel in human atrial fibroblasts differentiated into myofibroblasts. Journal of Physiology, 590 (17), 4307-4319.
  • MERCIER A, CLEMENT R, HARNOIS T, BOURMEYSTER N, FAIVRE JF, FINDLAY I, CHAHINE M, BOIS P*, CHATELIER A*. (2012) The β(1)-Subunit of Na(v)1.5 Cardiac Sodium Channel Is Required for a Dominant Negative Effect through α-α Interaction. PLos One (2012) 7(11):e48690
  • CLARHAUT J, FRAINEAU S, GUILHOT J, TRANOY-OPALINSKI I, THOMAS M; RENOUX B; PERAUDEAU E, RANDRIAMALALA E, BOIS P, CHATELIER A; MONVOISIN A; CRONIER L; PAPOT S; GUILHOT F. (2012) A Galactosidase-Responsive Doxorubicin-Folate Conjugate for Selective Targeting of Acute Myelogenous Leukemia Blasts. Leukemia Research 37: 948-955.
  • IMBERT-AUVRAY N, MERCIER C, HUET V, BOIS P. (2013) Sarcoplasmic reticulum –a key factor in cardiac contractility of sea bass dicentrarchus labrax and dover sole solea solea during thermal acclimations. Journal of Comparative Physiology 183:477-489 DOI 10.1007/s00360-012-0733-0.
  • HARISSEH R, CHATELIER A, MAGAUD C, DÉLIOT N AND CONSTANTIN B. (2013) Involvement of TRPV2 and SOCE in calcium influx disorder in DMD primary human myotubes with a specific contribution of á1-syntrophin and PLC/PKC in SOCE regulation. American Journal of Physiology : Cell Physiology, 304(9):C881-94.
  • LORIN C, GUEFFIER, M, FAIVRE JF, BOIS, P, TREMBLAIS B, COGNARD C, SEBILLE S. (2013) Ultrastructural and functional alterations of EC coupling elements from membrane surface to depth in mdx cardiomyocytes. Cell Biochem Biophys 66(3): 723-736. DOI: 10.1007/s12013-013-9517-8.
  • EL CHEMALY A, NOREZ C, MAGAUD C, BESCOND J, CHATELIER A, FARES N2, FINDLAY I, JAYLE C, BECQ F, FAIVRE JF, BOIS P. (2014) ANO1 contributes to Angiotensin-II-activated Ca(2+)-dependent Cl(-) current in human atrial fibroblasts.J Mol Cell Cardiol. Mar;68:12-9. doi: 10.1016/j.yjmcc.2013.12.027. Epub 2014 Jan 9.
  • CARRÉ G, CARREYRE H, OUEDRAOGO M, BECQ F, BOIS P, THIBAUDEAU S, VANDEBROUCK C, BESCOND J. (2014) The hypotensive agent dodoneine inhibits L-type Ca2+ current with negative inotropic effect on rat heart. Eur J Pharmacol. Feb 5;728C:119-127. doi: 10.1016/j.ejphar.2014.01.059. [Epub ahead of print]
  • PAMBRUN T, MERCIER A, CHATELIER A, PATRI S, SCHOTT JJ, LE SCOUARNEC S, CHAHINE M, DEGAND B, BOIS P .(2014). Myotonic dystrophy type 1 mimics and exacerbates Brugada phenotype induced by Nav1.5 sodium channel loss of function mutation. Heart Rhythm S1547-5271(14)00454-8. doi: 10.1016/j.hrthm.2014.04.026. [Epub ahead of print]
  • CARRÉ G, CARREYRE H, OUEDRAOGO M, BECQ F, BOIS P, THIBAUDEAU S, VANDEBROUCK C, BESCOND J. (2014) The hypotensive agent dodoneine inhibits L-type Ca2+ current with negative inotropic effect on rat heart. Eur J Pharmacol. Feb 5;728C:119-127. doi: 10.1016/j.ejphar.2014.01.059. [Epub ahead of print]
  • PAMBRUN T, MERCIER A, CHATELIER A, PATRI S, SCHOTT JJ, LE SCOUARNEC S, CHAHINE M, DEGAND B, BOIS P (2014). Myotonic dystrophy type 1 mimics and exacerbates Brugada phenotype induced by Nav1.5 sodium channel loss of function mutation. Heart Rhythm S1547-5271(14)00454-8. doi: 10.1016/j.hrthm.2014.04.026. [Epub ahead of print]
  • PAMBRUN T, BORTONE A, BOIS P, DEGAND B, PATRI S, MERCIER A, CHAHINE M, CHATELIER A, COISNE D, AMIEL A (2014). Unmasked Brugada Pattern by Ajmaline Challenge in Patients with Myotonic Dystrophy Type. Ann Noninvasive Electrocardiol. 2014 Jun 18. doi: 10.1111/anec.12168.

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